Бесплатно скачать, заказать диплом, курсовую, диссертацию Изменения параметров флуоресценции клорофилла диатомовой водоросли Thallasiosira weisflogii при фотоадаптации и фотопов реждении

У нас уже 176407 рефератов, курсовых и дипломных работ

Сделать закладку на сайт

Заказать диплом, курсовую, диссертацию

Быстрый переход к готовым работам

Мнение посетителей:

Книга жалоб
и предложений

Название	Изменения параметров флуоресценции клорофилла диатомовой водоросли Thallasiosira weisflogii при фотоадаптации и фотопов реждении

Количество страниц	96

ВУЗ	МГИУ

Год сдачи	2010

Бесплатно Скачать	24234.doc

Содержание	Содержание ОГЛАВЛЕНИЕ СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ... стр. 4 ВВЕДЕНИЕ... стр.5 ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. 1.1. Функциональная организация фотосинтетического аппарата... стр. 8 1.2. Регуляция первичных процессов фотосинтеза... стр. 13 1.3. Роль каротиноидов ксантофиллового цикла в регуляции первичных процессов фотосинтеза... стр. 17 1.4. Влияние светового режима выращивания на состояние ФСА растений... стр. 23 1.5. Влияние УФ-излучения на состояние ФСА растений... стр. 25 1.6. Роль гетерогенности популяции в устойчивости и адаптации к неблагоприятным внешним воздействиям... стр.27 Цель и задачи исследования... стр. 29 ГЛАВА 2. ОБЪЕКТ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ... стр.30 ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ. 3.1. Влияние различных световых условий выращивания на прирост численности клеток и показатели флуоресценции хлорофилла культуры диатомовой водоросли Th. weisflogii... стр. 36 3.2 Влияние света высокой интенсивности на ФСА диатомовых водорослей... стр. 47 3.2. 1. Быстрые адаптационные изменения...стр. 47 3.2.2 Влияние света высокой интенсивности, способной приводить к повреждению ФСА диатомовых водорослей...стр. 54 3.3 Влияние света высокой интенсивности на показатели флуоресценции хлорофилла диатомовых водорослей, выращенных при разных световых условиях выращивания... стр. 65 3.4 Влияние УФ излучения на ФСА диатомовых водорослей... стр. 77 3.5 Исследования темновой и световой адаптации природных популяций фитопланктона Каспийского моря... стр. 83 ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ... стр. 87 ВЫВОДЫ... стр.95 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ... стр. 96 Введение СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ. ФСА - фотосинтетический аппарат ФС I - фотосистема 1 ФСII - фотосистема 2 ФАР - фотосинтетически активная радиация ССК - светособирающий комплекс ЭТЦ - электрон-транспортная цепь ДТТ - дитиотреитол УФ-облучение - ультрафиолетовое облучение Fo — интенсивность флуоресценции при открытых реакционных центрах Fm — интенсивность флуоресценции при закрытых реакционных центрах Fv - переменная флуоресценция хлорофилла равная Fv = Fm - Fo НАДФН - восстановленный никотинамидадениндинуклеотидфосфат НАДФ+ - окисленный никотинамидадениндинуклеотидфосфат b/f-комплекс - электронтранспортный белковый комплекс Р680 - реакционный центр фотосистемы 2 Р680* - возбужденный реакционный центр фотосистемы 2 Р680+ - окисленный реакционный центр фотосистемы 2 QA - первичный хинонный акцептор Qb — вторичный хинонный акцептор АДФ - аденазиндифосфорная кислота АТФ - аденазинтрифосфорная кислота D1 - белок D1 фотосистемы 2 D2 - белок D2 фотосистемы 2 СР43, СР47 - СР белки фотосистемы 2 РУБИСКО - рибулозобифосфат-карбоксилаза-оксигеназа ССК2 - светособирающий комплекс 2 ВВЕДЕНИЕ Фитопланктон составляет основу всей первичной продукции мирового океана. В связи с этим изучение физиологического состояния фитопланктонных сообществ является одной из важнейших задач экологии. Диатомовые водоросли представляют одну из основных таксономических групп, заселяющих водные фитоценозы. Традиционные методы исследования фитопланктонных сообществ включают в себя определение видового состава и численности фитопланктона, содержания фотосинтетических пигментов и вычисление первичной продукции на единицу объема водной толщи. Такие методы не позволяют оценить функциональное состояние отдельных видов, составляющих данный фитоценоз, и определить дальнейшее развитие сообществ фитопланктона. В последние годы широкое развитие получили спектральные и флуорометрические методы для определения функциональной активности ФСА микроводорослей, которые позволяют получить данные о состоянии ФСА определенных видов водорослей в популяции, оценить вклад отдельного вида в образование первичной продукции, прогнозировать динамику его численности. Разработка таких методов представляется особо важной для осуществления экологического мониторинга водоемов. Главными экологическими факторами, влияющими на физиологическое состояние водорослей, являются температура, освещенность, содержание биогенных элементов в среде, соленость и различные виды загрязнений (Elstner E.F., Osswald W. 1994.). В ряду этих факторов первостепенное значение имеет видимый свет. С одной стороны, свет определяет рост, развитие и интенсивность фотосинтеза в клетках водорослей, а с другой, свет высокой интенсивности может вызывать фотоокислительный стресс, приводить к фотоингибированию, деструкции фотосинтетических пигментов и гибели клеток (Рубин А.Б. 1995.). В природе диатомовые водоросли способны занимать различные экологические ниши в широком диапазоне интенсивности освещения. Интенсивность освещения в природных условиях изменяется и в течение суток, и в течение года от лета к зиме. В культурах диатомовых водорослей обычно происходит насыщение роста численности при относительно слабой освещенности, порядка 1000-2000 лк (1,2 -2,5 Вт/м2) (Финенко 3.3. 1977.). Свет более высокой интенсивности угнетает рост 5 популяций диатомовых водорослей и приводит к снижению эффективности утилизации поглощенной пигментным аппаратом энергии. При длительных воздействиях света высокой интенсивности возрастает время жизни возбужденных состояний хлорофилла и увеличивается скорость генерации активированных форм кислорода, что, в свою очередь, вызывает угнетение процессов фотосинтеза, деструкцию ФСА и, возможно, гибель организма (Мерзляк М.Н. и др., 1996, Не & Hader, 2002, Mahalingam & Fedoroff, 2003 ). Способность адаптироваться к действию света высокой интенсивности обусловлена рядом молекулярных механизмов функционирования ФСА. Водоросли имеют как долговременную, так и краткосрочную систему регуляции состава и количества фотосинтетических пигментов и мембранных липидов. Система защиты от окислительного повреждения ФСА включает многие факторы, в том числе процессы, связанные с генерацией трансмембранного потенциала ионов водорода (АрН), вызывающие увеличение вероятности безизлучательной тепловой диссипации энергии возбужденных пигментов ФС II, т.н. нефотохимическое тушение возбужденных состояний хлорофилла (Рубин, Кренделева, 2003, Krause G.H., Weis E. 1991. , Lokstein H. et al, 1994, Hideg E., Murata N. 1997.), которое предотвращает разрушение ФСА. Значительную роль в этих процессах, ведущих к рассеиванию избыточной энергии, играют светоиндуцированные изменения каротиноидов ксантофиллового цикла, т.е. образование под действием света зеаксантина из виолаксантина (у высших растений и зеленых водорослей), или диатоксантина из диадиноксантина (у диатомовых и некоторых других водорослей). Одним из важных факторов повреждения ФСА микроводорослей является УФ излучение. Избыточная УФ радиация может приводить к повреждению мембран тилакоидов, ингибированию реакционных центров ФС И, уменьшению активности хлоропластной АТФазы, потерю ферментативной активности в цикле Кальвина, нарушение синтеза пигментов. УФ облучение оказывает прямое воздействие на белковые компоненты ФСА, прежде всего, белка D1 ФС II. Кроме того, УФ излучение может приводить к нарушению системы синтеза белка и, тем самым, препятствовать процессам репарации при фотоповреждении. Известно, что показатели функциональной активности и свойства индивидуальных клеток могут значительно отличаться от значений тех же показателей, усредненных по популяции (Riznichenko G. et al., 1996., Pogosyan S.I. et al., 1997., Погосян СИ. и др., 1998.), в том числе и характеристики процессов повреждения и репарации. В связи с этим оценка ответной реакции популяции в целом к действию каких-либо факторов должна быть основана не только на определении усредненных показателей функциональной активности, но и на исследовании состояния индивидуальных особей. Основным методологическим подходом в оценке состояния ФСА и его изменений при разных воздействиях были выбраны параметры флуоресценции хлорофилла водорослей, характеризующие потери поглощенной энергии света при слабом освещении - Fo и при световом насыщении электрон-транспортной цепи фотосинтеза - Fm. Те же измерения, проведенные на фоне постоянного освещения дают значения тех же величин, с учетом развивающегося в этих условиях процессов нефотохимического тушения и транспорта электронов в цепи фотосинтеза. Значение параметров флуоресценции, а также вычисленные на этой основе коэффициентов фотохимического и нефотохимического тушения являются главными показателями состояния клеток. В дальнейшем в работе мы использовали те же обозначения параметров флуоресценции (Fo и Fm) и для значений параметров флуоресценции, полученных на фоне постоянно действующего света, и после окончания облучения интенсивным светом и УФ-излучением. В настоящей работе исследованы изменения параметров флуоресценции хлорофилла диатомовой водоросли Thallassiosira weisflogii при фотоадаптации и фотоповреждении. ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1 Функциональная организация фотосинтетического аппарата. В основе биологической продуктивности мирового океана лежит процесс фотосинтеза. Большую часть первичной продукции производят микроводоросли. Процесс фотосинтеза протекает в специализированных клеточных органеллах -хлоропластах. Различают световые (первичные) и темновые (вторичные) стадии фотосинтеза. Световые стадии фотосинтеза состоят из несколько процессов: поглощение света пигментами, миграция энергии поглощенных квантов света к реакционным центрам фотосистем, фотохимическое разделение зарядов, процессы переноса электронов по электрон-транспортной цепи, в результате которых синтезируется АТФ и происходит образование восстановленного НАДФН (Клейтон, 1985, Говинджи, 1987, Рубин, 2000). Световые стадии протекают в тилакоидах, в которых собраны основные элементы ФСА: светособирающие и электрон-транспортные комплексы, а также АТФ-синтазный комплекс. Темновые стадии включают в себя цикл биохимических реакций (цикл Кальвина), приводящих к синтезу органических соединений из СОг и воды. Ферменты темновых стадий локализованы в строме хлоропластов. Основной структурно-функциональной единицей является фотосистема, включающая в себя светособирающую антенну, фотохимический реакционный центр и связанные с ним переносчики электрона. Для эффективного поглощения света молекулы хлорофилла и каротиноидов собраны в макромолекулярный комплекс и связаны с молекулами мембранных белков, образуя светособирающий антенный комплекс. Передача энергии происходит от коротковолновых форм хлорофилла к более длинноволновым, что обеспечивает эффективную миграцию энергии поглощенных квантов света к реакционным центрам. На один реакционный центр приходится по несколько сотен молекул хлорофилла, поэтому даже при слабой интенсивности света происходит достаточно частое срабатывание реакционного центра. Кроме того, в антенный комплекс входят каротиноиды, поглощающие свет в области спектра, в которой молекулы хлорофилла поглощают слабо, за счет чего происходит повышение эффективности суммарного поглощения 8 света. Размер светособирающей антенны обычно больше у тенелюбивых растений, чем у растений, выросших в условиях высокой освещенности. (Тихонов, 1999). Фотохимический реакционный центр представляет собой димер молекул хлорофилла, которые выполняют роль ловушки энергии возбуждения от светособирающего антенного комплекса. После попадания энергии возбуждения на реакционный центр происходит разделение зарядов, перенос электрона от хлорофилла к первичному акцептору и переход акцептора в восстановленное состояние. Скорость переноса электронов, необходимая для эффективного первичного разделения зарядов очень высока (около 10~12 с) (Krause & Weis, 1991). Величина квантовой эффективности первичного фотохимического процесса в реакционном центре близка к единице. В хлоропластах растений функционируют две фотосистемы - фотосистема I (ФС I) и фотосистема II (ФС II), которые различаются по составу белков, пигментов и оптическим свойствам. Фотохимически активные компоненты реакционных центров ФС I и ФС II названы Р7оо и Рб80 в соответствии с их оптическими свойствами. ФС II и ее светособирающий комплекс располагаются преимущественно в мембранах гран. ФС I и связанный с ней антенный комплекс расположены, в основном, в ламеллах стромы, а цитохромный комплекс распределен по всей мембране (Тихонов, 2000). Две фотосистемы связаны между собой цепью электронных переносчиков. Разделение зарядов в фотореакционных центрах Р700 и Рб8(ь инициированное светом, обеспечивает перенос электрона из системы разложения воды в ФС II, к конечному акцептору электронов - НАДФ+. Цепь электронного транспорта, соединяющая две фотосистемы, в качестве переносчика электрона включает в себя молекулы пластохинона, электронтранспортный белковый комплекс (b/f -комплекс) и водорастворимый белок пластоцианин. В ФС II электрон от возбужденного реакционного центра Рб8о переносится на первичный акцептор феофитин, а затем на молекулу пластохинона Qa, связанного с белковыми субъединицами пигмент-белкового комплекса. Положительный заряд, образующийся в реакционном центре, компенсируется электроном, поступающим из системы разложения воды. Затем электрон переносится на молекулу пластохинона Qb- Для полного восстановления молекулы Qb необходимо два электрона и два протона, которые она захватывает из стромального пространства. Дважды восстановленный и протонированный Qb выполняет роль подвижного переносчика, обеспечивая электронный транспорт между ФС II и цитохромным b/f - комплексом. В состав ФС II входит водорасщепляющий комплекс, который содержит в активном центре четырехъядерный кластер марганца, осуществляющий окисление 2х молекул воды. При этом во внутритилакоидное пространство выделяются 4 протона, а по электрон-транспортной цепи на восстановление НАДФ+ расходуются 4 электрона. Поглощение квантов света реакционным центром сопровождается разделением зарядов - восстановлением феофитина и окислением первичного донора Рб8о- Рб80+ окисляет вторичный донор электронов, которым является редокс-активный остаток тирозина Yz, входящий в аминокислотную последовательность белка D1. В свою очередь окисленный переносчик электронов Yz окисляет марганцевый кластер (Рубин, Кренделева, 2004). После четырехкратного срабатывания реакционного центра Р^о в Mn-содержащем активном центре образуется окисленный ион Мп4+, который, являясь сильным окислителем, катализирует реакцию разложения воды. При этом происходит разложение двух молекул воды, выделение молекулы кислорода и выделение четырех протонов во внутритилакоидное пространство хлоропласта (Климов, 1996). Восстановленный QB связывается с b/f - комплексом и отдает ему два электрона. При этом во внутритилакоидное пространство выделяется два протона. Цитохром f восстанавливает пластоцианин, который выполняет роль связующего звена между b/f - комплексом и ФС I. От пластоцианина электрон передается к окисленному реакционному центру ФС I - Р+7оо- В результате совместного действия ФС I и ФС II два электрона через цепь электронного транспорта переносятся на молекулу НАДФ+. При этом образуется сильный восстановитель НАДФН. Большая часть энергии, освобождаемой при прохождении электрона по электрон-транспортной цепи, используется для работы АТФ-синтазы. При переносе через АТФ-синтазу трех протонов из тилакоидов в строму происходит синтез АТФ из АДФ и неорганического фосфата (Тихонов, 1997). Энергия поглощенных квантов света, не использованных в фотосинтезе, диссипирует в тепло или излучается в виде флуоресценции. Большая часть 10 флуоресценции, обнаруживаемая у растений, образуется в ФС II. Так как эффективность процессов разделения зарядов в реакционном центре близка к 100%, квантовый выход флуоресценции ФС II имеет низкие значения (1-3%) (Клейтон, 1985, Говинджи, 1987, Рубин, Кренделева, 2003). По изменению величины флуоресценции можно судить об эффективности функционирования ФСА. Квантовый выход флуоресценции зависит от ряда процессов фотохимического и нефотохимического тушения (Krause, Weis,1991; Lichtenthaler, 1988, Horton et. al, 1980). Комплексный характер этих процессов, отражающих сложную организацию ФСА, отражает кинетика индукции флуоресценции при освещении клеток, адаптированных к темноте (кинетика индукции или эффект Каутского) (Kautsky, Hirsch,1931, Lazar, 1999). Сложная кинетика нарастания переменной флуоресценции хлорофилла отражает последовательное заполнение различных пулов пластохинона, а кинетика затухания флуоресценции — процессы окисления восстановленного пула. При включении света наблюдается подъем флуоресценции до начального уровня Fo, когда все реакционные центры находятся в открытом состоянии и способны тушить флуоресценцию антенны, т.к. все молекулы QA могут принять электрон от Рбво- Когда все молекулы QA восстановлены, реакционный центр закрыт. Выход флуоресценции при этом достигает максимального уровня Fm. Изменение выхода флуоресценции хлорофилла можно наблюдать в присутствии ингибиторов транспорта электронов, блокирующих окисление акцептора QA. Обычно применяют диурон, который связывается с белком реакционного центра ФС II и не позволяет вторичному хинонному акцептору Qb садиться на специфическое место связывания (Маторин, Венедиктов 1990). Разница между Fm и Fo называется переменной флуоресценцией (Fv = Fm - Fo). Эта величина пропорциональна той части световой энергии, которая используется в фотохимических реакциях фотосинтеза при открытых реакционных центрах ФС II и теряется в виде флуоресценции и тепла при закрытых реакционных центрах. Снижение выхода флуоресценции хлорофилла в результате использования энергии света в первичных реакциях фотосинтеза называют фотохимическим тушением флуоресценции хлорофилла. Отношение интенсивностей переменной и максимальной флуоресценции Fv/Fm (относительный выход переменной флуоресценции) коррелирует с квантовым выходом И использования энергии света открытыми реакционными центрами и характеризует эффективность первичных процессов фотосинтеза. При постоянном освещении пул хинонов частично восстанавливается, часть реакционных центров ФС II переходит в закрытое состояние и уровень флуоресценции достигает величины Ft. Освещение клеток на этом фоне насыщающим светом увеличивает уровень флуоресценции до величины Fm\ которая меньше, чем Fm. Разница между Fm и Fm' обусловлена нефотохимическим тушением, связаного с безизлучательной диссипацией части энергии возбуждения в реакционном центре и антенне. При длительном освещении интенсивным светом растительных клеток значения флуоресценции сначала возрастают до Fm, а затем снижаются до Fm' за счет развития нефотохимического тушения (Krause, 1991; Lazar, 1999). Восстановленные молекулы Q"A передают электрон на QB, который, в свою очередь, передает его в пул свободных пластохинонов. После однократного возбуждения реакционного центра короткой интенсивной вспышкой, окисление QA сопровождается быстрой релаксацией переменной флуоресценции за счет переноса электронов с QA на Qb. Небольшой долгоживущий компонент в кинетике окисления QA связан с наличием в популяции реакционных центров некоторого числа «неактивных», в которых перенос с QA к Qb невозможен. Более сложная ситуация наблюдается, когда ФС II возбуждается многократно. Восстановленные молекулы QB передают электроны в пул пластохинонов. Поэтому степень восстановленности Qb зависит от редокс-состояния пула. Окисленность пластохинонового пула зависит от линейного электронного транспорта через ФС I и далее к конечным акцепторам цикла Кальвина. После длительного темнового периода фиксация СОг не происходит. Поэтому пул пластохинонов может быть восстановлен даже в первый момент освещения. В таком случае, последующие электроны с QA~ смогут переноситься только обратно в донорную часть ФС II, что скажется на кинетической кривой индукции флуоресценции. Очевидно, кинетика темновой релаксации переменной флуоресценции связана с состоянием Qb и пула пластохинонов. Таким образом, по характеру кинетической кривой и других параметров флуоресценции можно судить об изменениях в цепи электронного транспорта. 12 1.2 Регуляция первичных процессов фотосинтеза. Под регуляцией первичных процессов фотосинтеза понимают такую перестройку ФСА, при которой сохраняется его целостность и обеспечивается оптимальное его функционирование при изменяющихся условиях внешней среды. Различают «медленные» и «быстрые» механизмы регуляции фотосинтеза. При «медленных» механизмах происходит перестройка и изменение структуры хлоропласта, связанное с активизацией под действием света регуляторных белков и синтезом новых белков. Эти процессы занимают заметное время (минуты, и даже часы) (Рубин, Кренделева, 2003). Механизмы «быстрой» регуляции основаны на изменениях констант взаимодействия переносчиков отдельных участков электрон-транспортной цепи, например, вследствие изменения их конформации. Развитие окислительного стресса ФСА, которое зависит от образования активных форм кислорода, определяется избытком электронов и энергии электронного возбуждения в цепи. Основной целью динамической регуляции активности ФСА является взаимосогласование активностей темновых и световых процессов, а также редокс-реакций ФС I и ФС II для того, чтобы избежать перевосстановления компонентов электрон-транспортной цепи хлоропласта. Это связано с тем, что при избыточном накоплении восстановленных переносчиков развивается процесс фотоингибирования, который приводит к инактивации ФСА. В естественных условиях обитания высшие растения и водоросли часто подвергаются окислительному повреждению. Главными экологическими факторами, влияющими на физиологическое состояние фотосинтезирующих организмов, являются температура, освещенность, содержание биогенных элементов в среде и различные виды загрязнений (Elstner, Osswald, 1994). В ряду этих факторов первостепенное значение имеет интенсивность ФАР. Световое излучение определяет рост, развитие и интенсивность фотосинтеза растительных клеток. В тоже время свет высокой интенсивности при длительных воздействиях может вызывать фотоокислительное повреждение, приводить к фотоингибированию, деструкции фотосинтетических пигментов и в итоге к гибели организма. (Баулина и др., 2004, Adir et. al., 2003). Способность адаптироваться к действию света высокой интенсивности обусловлена рядом молекулярных механизмов функционирования ФСА. По 13 предположению ряда авторов (Krause, Weis, 1991, Lokstein et. al, 1994) для защиты от окислительных повреждений ФСА в его антенном комплексе и реакционном центре происходит целый ряд процессов, вызывающие увеличение вероятности безизлучательной диссипации энергии возбужденных пигментов ФС II, т.н. нефотохимическое тушение возбужденных состояний хлорофилла. Оно может включать в себя: 1) энергизационное тушение, обусловленное высоким значением концентрации протонов на мембране тилакоидов; 2) тушение вследствие перехода части светособирающего хлорофилл-белкового комплекса от ФС II к ФС I и перераспределение энергии возбуждения от реакционных центров ФС II к ФС I (Рубин, 2000); 3) тушения в результате светового повреждения (фотоокисления) самого реакционного центра ФС II; 4) тушения, обусловленного миграцией электронного возбуждения от хлорофилла ФС II к молекулам каротиноидов, которые способны диссипировать энергию возбужденного состояния в тепло. Последний из перечисленных процессов может усиливаться в результате светоиндуцированного изменения состава каротиноидов в пользу накопления в антенном комплексе деэпоксидированных каротиноидов за счет эпоксидированных форм (Bukhov et al., 2001, Young, Frank, 1996,). Работа фотосинтетической цепи электронного транспорта приводит к накоплению протонов внутри тилакоидов и, следовательно, к уменьшению внутритилакоидного рН. Закисление внутритилакоидного пространства вызывает торможение электронного транспорта на самом медленном участке в цепи переноса электронов от воды к НАДФ+ - на стадии окисления пластохинола. Скорость окисления пластохинола зависит от концентрации ионов водорода внутри тилакоидов: чем выше концентрация протонов, тем медленнее происходит окисление QH2. Скорость работы электрон-транспортной цепи зависит от содержания АДФ и АТФ в хлоропластах, так как они влияют на выход протнов из тилакоидов через АТФ-синтазный комплекс. При уменьшении запасов молекул АДФ синтез АТФ сокращается, и вместе с этим снижается скорость выхода протонов в строму. При этом цепь переноса электронов продолжает работать, что приводит к повышению концентрации протонов внутри тилакоидов. Закисление внутритилакоидного пространства вызывает торможение электронного транспорта. После того, как запасы АТФ в хлоропластах уменьшаются, например, за счет 14 гидролиза АТФ в реакциях цикла Кальвина, появляется избыток молекул АДФ, включаются АТФ-синтазные комплексы. В результате уменьшается концентрация ионов водорода внутри тилакоидов и возрастает скорость электронного транспорта. Для регуляции распределения света в хлоропластах наряду с основными светособирающими комплексами, жестко связанными с ФС I и ФС II, имеется подвижный светособирающий комплекс ССК2. Этот комплекс выполняет роль дополнительной антенны, предназначенной для усиления светосбора одной из фотосистем (Бухов, 2004). Основная часть комплексов ФС I распределена в межгранных тилакоидах, а большая часть комплексов ФС II расположена в тилакоидах гран. Предполагается, что в условиях низкой освещенности ССК2 располагаются в основном в тилакоидах гран, увеличивая, тем самым, общий размер светособирающей антенны ФС II. В условиях, когда возникает необходимость увеличить эффективность работы ФС I, CCK2, перемещаясь в плоскости мембраны в сторону межгранных тилакоидов, присоединяется к ФС I. Образование избытка восстановленных переносчиков в электрон-транспортной цепи инициирует механизм перемещения ССК2. Механизм перераспределения ССК2 между светособирающими антенами ФС I и ФС II основан на обратимом фосфорилировании белков светособирающего комплекса (ССК). Переполнение цепи электронного транспорта служит сигналом для включения протеинкиназы, которая фосфорилирует ССК2. Киназа не активна, пока пул хинонов окислен. Дополнительный отрицательный заряд, получаемый ССК2 при присоединении фосфатной группы, вызывает его латеральное перемещение к ФС I. Когда возникает необходимость увеличить размеры фотособирающей антенны ФС II, то начинает работать протеинфосфатаза - фермент, катализирующий отщепление фосфата от белков. Пока цитохромный комплекс восстановлен, фосфатаза «заблокирована», после его окисления фосфатаза активируется и дефосфорилирует фосфорилированные белки в том числе и ССК. Потеряв дополнительный заряд белок транспортируемого ССК диффундирует обратно и вновь ассоциирутся с ФС II, увеличивая ее светопоглощение (сечение поглощения). Таким образом происходит «подстройка» электрон-транспортной цепи, обеспечивающая оптимальное соотношение циклического и нециклического потока электронов и защиту ФС II от фотоокисления (Кукушкин, Тихонов, 1988). 15 Ферредоксин также играет важную роль в обеспечении эффективной работы электрон-транспортной цепи. Восстановленный в результате работы цепи переноса электронов, он может служить донором электронов для сульфитредуктазы, ферментов пути ассимиляции азота в хлоропласте — нитритредуктазы, а также молекулярного кислорода и тиоредоксинредуктазы. Наличие большого числа терминальных акцепторов открывает дополнительные возможности для регуляции электронного потока и систем ассимиляции СО2 и азота, что необходимо для обеспечения процессов синтеза белка в хлоропласте. Кроме того, существование альтернативных путей сброса электронов препятствует «перевосстановлению» компонентов, поддерживая их в определенном редокс-состоянии (Ivanov et. al, 1998). Видимый свет высокой интенсивности при воздействии на ФСА вызвает фотоингибирование реакционного центра ФС II. Фотоингибирование может быть обратимым («динамическим») и необратимым («хроническим») (Gomez et. al., 1998). Инактивация реакционного центра ФС II связана с протеолитической деградацией белка D1. Эксперименты in vitro показали, что фотоингибирование является формой окислительного стресса, который сопровождается генерированием синглетного кислорода и свободных радикалов (Telfer et. al., 1999). В интактных клетках, поврежденные реакционные центры восстанавливаются через серию реакций, включающих разложение поврежденного белка D1, синтез белка Dl de novo и сборку нового реакционного центра ФС II (Mizusawa et. al., 1999). В присутствии блокаторов синтеза белка при облучении светом высокой интенсивности наблюдается потеря белка Dl (Hader, 2002). При фотоингибировании происходит снижение значений относительной переменной флуоресценции хлорофилла. Это снижение зависит от времени и плотности мощности облучения. В частности было показано, что экспозиция на свету интенсивностью 350 ммоль/м2с в течение 60 минут листьев Viciafaba вызывает снижение Fv/Fm практически до нулевых значений и восстановление значений Fv/Fm идет в течение 5 4acoB.(Hideg, Murata, 1997). Необратимое фотоингибирование наступает в случае продолжающегося действия света на уже поврежденные реакционные центры. В этом случае не происходит ресинтеза белка D1 и реакционный центр становится необратимо поврежденным (Thiele et. al., 1996). Во 16 время фотоингибирования происходит деградация и других белков. Это могут быть белки D2, СР43, СР47. В случае, когда доля поврежденных белков D1 становится высокой, начинают разрушаться другие белки и реакционные центры становятся необратимо поврежденными (Polle, Melis, 1998). Во время повреждающего действия света высокой интенсивности приводит к изменениям значений Fo и Fm. Снижение этих параметров связывают с развитием нефотохимического тушения. Увеличение значений Fo может происходить вследствие повреждения реакционных центров ФС2 и не затрагивать количественные изменения белка D1. В этом случае процесс фотоингибирования обратим и не требует синтеза de novo белка Dl ( Hong, Xu 1998). 1.3 Роль каротиноидов ксантофиллового цикла в регуляции первичных процессов фотосинтеза. Каротиноиды играют важную роль в процессе фотосинтеза у растений. Они имеют ряд ключевых функций в фотосинтетических системах. Каротиноиды могут действовать: а) как вспомогательные светособирающие пигменты; б) как тушители триплетных состояний хлорофилла; в) как тушители синглетного кислорода (Frank & Cogdell, 1993, Koyama, 1991). Кроме того, у высших растений и многих водорослей, определенные каротиноиды способны дезактивировать возбужденные состояний хлорофилла, образующиеся под действием избытка света, посредством происходящих светоиндуцированных изменений состава каротиноидов ксантофиллового цикла (Horton et. al., 1996). В водорослях, содержащих а/с -хлорофилл, ксантофиллы играют более важную роль для запасания световой энергии, чем фитопланктон, содержащий а/b - хлорофилл. Особенно это важно для водорослей, содержащих фукоксантин (диатомовых, перидиниевых водорослей). У зеленых водорослей и высших растений при действии света высокой интенсивности ксантофилловый цикл включает в себя переходы между виолаксантином, антераксантином и зеаксантином и называется виолаксантиновым циклом. Под действием избыточного света виолаксантин деэпоксидируется сначала в антераксантин, затем в зеаксантин. Диатомовые, хризофитовые, ксантофитовые и динофитовые водоросли используют аналогичный цикл, включающий в себя переходы между диадиноксантином и диатоксантином (рис.1).

Список литературы

Цена, в рублях: (при оплате в другой валюте, пересчет по курсу центрального банка на день оплаты)	1425

Скачать бесплатно	24234.doc

Найти готовую работу

ЗАКАЗАТЬ

Обратная связь:

Связаться

Вход для партнеров

Регистрация

Восстановить доступ

Материал для курсовых и дипломных работ

15.04.24 Задачи, условия и этапы организации экспериментальной работы

15.04.24 Критерии качества преподавания

15.04.24 Категория нормы в обучающей деятельности

Архив материала для курсовых и дипломных работ

Ссылки:

Счетчики:

© 2006-2022. Все права защищены.
Выполнение уникальных качественных работ - от эссе и реферата до диссертации. Заказ готовых, сдававшихся ранее работ.